techniques de laboratoires pour laboratoire de brousse
23 Janvier 2016
PLAN
PRÉAMBULE : Les différents examens de l’urine
GÉNÉRALITÉS sur la cyto-bactériologie des urines
PRÉLÈVEMENT D’URINE
FICHES TECHNIQUES
FT 1 : Examen cytologique
FT 2 : Mise en culture, dénombrement bactérien
FT 3 : Milieux, tests, galerie d’identification
TABLEAU 1 : Orientation à partir de l’isolement sur BCP
TABLEAU 2 : Identification à partir de la galerie réduite
ANNEXES
Annexe 1 : Equipement du laboratoire pour la mise en place de l’analyse Annexe 2 : Fiche de prélèvement d’urine
à l’usage du personnel médical et des patients
Mise à jour : Octobre 2006
Odette Terry, Sophie Le Cam, Yves Gille.
Les différents examens de l’urine
Suivant le contexte clinique, différents examens peuvent être réalisés sur une urine, apportant une somme d’informations utiles au médecin.
Les différents examens réalisables (du plus simple au plus compliqué) sont :
Biochimie simple des urines
(semi-quantitative avec des bandelettes ou en spectrophotométrie)
Examen microscopique à l’état frais :
Recherche de leucocytes, de globules rouges, de cellules épithéliales, de cylindres granuleux, d’une flore microbienne, d’œufs de parasites…
Examen microscopique d’un frottis urinaire coloré au Gram :
Description de la flore bactérienne éventuellement présente.
Ensemencement bactériologique :
Dénombrement des bactéries, isolement et identification de l’espèce majoritaire.
Réalisation de l’antibiogramme :
Non abordée dans ce document.
Sur la cyto-bactériologie des urines
Affirmer le diagnostic d'infection urinaire et guider le choix d'un traitement antibiotique.
Chez la femme : brûlures mictionnelles et mictions fréquentes (cystite)
Chez l'homme, mêmes signes mais si l'on exclut les urétrites, les cystites sont rares.
L'infection urinaire peut se compliquer de pyélonéphrite, généralement avec fièvre.
* Urine normale :
A la macroscopie une urine normale est jaune clair et limpide.
A l’observation microscopique entre lame et lamelle (cytologie) on observe :
- un nombre très faible de GB ou de GR < 10/mm3 (ou à 104 /ml), non altérés
- de rares à quelques cellules épithéliales (cellules vésicales), plus nombreuses pendant les menstruations
- la présence ou non de cristaux variables (selon l’alimentation)
- pas de germes à l'examen entre lame et lamelle, l’urine normale est STÉRILE
* Urine infectée :
Pour conclure à une infection urinaire le nombre de GB doit être supérieur ou égal à 10/mm3 (104 /mL). Si le nombre de GB est très élevé, on parle de pyurie.
Parallèlement le nombre de bactéries est en général égal ou supérieur à 105/mL
Savoir que :
- Une leucocyturie sans bactérie visible doit évoquer une tuberculose urinaire ou une infection urinaire décapitée par un prise d’antibiotiques.
- Les infections urinaires sont le plus souvent mono-microbiennes, très rarement di-microbiennes.
- Le prèlèvement doit être considéré comme contaminé si :
- présence de germes sans GB
- plus de 2 germes en quantité comparable
Dans le cas de prélèvement contaminé, obligation de prélever un nouvel échantillon d’urine.
- Sans mise en culture, le ou les germes infectieux ne peuvent être identifiés. Cependant, les résultats du Gram et la morphologie de l'espèce dominante sont une indication précieuse pour le praticien.
Retenir que : 80 % des infections sont dues à Escherichia coli
10 % sont dues à des Proteus (très mobiles)
10 % restant sont dues à des Klebsiella, entérocoque, staphylocoques.
Les tuberculoses rénales avec élimination de BK dans l’urine ne sont pas envisagées dans cet exposé.
La qualité des résultats de toute analyse est liée à la qualité de la réalisation de chacune des étapes. Une chaîne n'est jamais plus solide que son maillon le plus faible !
Le prélèvement étant la première étape, la qualité de sa réalisation conditionne la fiabilité de l’ensemble des résultats de l’analyse.
Un mauvais prélèvement conduit à des résultats erronés
Recueillir dans un flacon stérile *, les urines :
- du matin, de préférence (à défaut sans avoir uriné depuis 3 heures)
- avant tout traitement antibiotique
- après nettoyage, rinçage et séchage par tamponnement du méat urinaire.
Mode de recueil à mi-jet : C'est le point absolument essentiel !
La patiente écarte les lèvres vulvaires d'une main puis commence à uriner en maintenant les lèvres écartées. Après 7 à 8 secondes de miction, elle remplit ce flacon et, sans cesser d'uriner, le retire, ferme le flacon, se lave les mains, rince l'extérieur du récipient et le sèche.
Le patient décalotte le gland d'une main et en le maintenant décalotté, commence à uriner. Après 10 à 15 secondes de miction il approche le flacon du jet, remplit ce flacon et, sans cesser d'uriner, le retire, ferme le flacon, se lave les mains, rince l'extérieur du récipient et le sèche.
Le flacon doit être transmis au laboratoire le plus rapidement possible, si impossibilité, le conserver au réfrigérateur pour empêcher la multiplication des germes.
* A défaut de flacon stérile, on peut réutiliser un flacon soigneusement lavé, trempé au moins 10 mn dans de l’eau de Javel à 12°chlore diluée 100 fois c’est-à-dire au 1/100 (pour être sur de son efficacité anti-bactérienne possibilité d utiliser l’eau de Javel diluée au 1/50), rincé abondamment, puis séché au moins plusieurs heures au soleil, ouvert sous un linge fin et propre.
Il se réalise, au microscope, sur l’urine fraîchement prélevée.
1- Réalisation de la préparation et observation microscopique à l’objectif x40
* Réalisation de la préparation :
- homogénéiser soigneusement l’urine par retournement du flacon d’urine correctement bouché
- déposer sur une lame, à l’aide d’une pipette propre (pas obligatoirement stérile), une goutte d’urine (sa taille doit être suffisante pour occuper la totalité du volume sous la lamelle mais pas trop grosse de façon à ce que l’urine ne déborde pas de la lamelle)
- recouvrir d’une lamelle.
* observation au microscope (objectif x40)
Explorer soigneusement la totalité de la lamelle pour repérer et quantifier
- les éléments cellulaires : leucocytes, hématies, cellules épithéliales, rénales, ou autres
- la flore microbienne : bacilles ou coques, éléments mycéliens ou levures
éventuellement si leur nombre est important :
- les cristaux, les cylindres granuleux (mieux repérable à l’obj x10)
- les parasites tels œufs de schistosomes, Trichomonas vaginalis (difficiles à repérer, surtout s'ils sont immobiles)
Les critères d’une infection sont :
- un nombre de leucocytes supérieur à 104 / mL ( 10 / mm3) ce qui correspond environ à 1 leucocyte tous les 10 à 20 champs microscopiques
- un nombre de bactéries supérieur à 105 mL ce qui correspond à environ 1 bactérie par champ
Lors de l’examen de la lame au microscope chaque élément est "coté", c’est-à-dire apprécié semi-quantitativement.
Cotation dans le cas des leucocytes :
Cotation
Quantification
Evaluation approximative
Observation à l’obj x 40
0
Très rare ou absence de…
0 GB/mm3
0 à 1 dans 30 à 40 champs
+
Quelques
10 GB/mm3
1 pour 10 à 20 champs
++
Assez nombreux
100 GB/mm3
1 pour 1 à 2 champs
+++
Nombreux
100 à 500 GB/mm3
1 à 5 / champs
++++
Très nombreux
>500 GB/mm3
Plus de 10 GB par champ, isolés ou en amas
Retenir qu’une urine non infectée ne présente que 2 à 3 leucocytes après examen d’un bon nombre de champs microscopiques.
La coloration de Gram ne se réalise que si à l’examen entre lame / lamelle on été observés quelques leucocytes et des bactéries.
Pratiquer ainsi :
- Retirer délicatement la lamelle, si possible avec une pince pour ne pas se souiller les doigts ou en la poussant avec un petit morceau de bois (bout d'allumette)
- Sécher le dépôt urinaire et le fixer à la chaleur par quelques passages dans la flamme du bec à gaz
- Réaliser une coloration de Gram
- Observer le frottis sec au microscope : obj x100, à immersion.
La lecture de la lame colorée renseigne sur la flore :
-l’absence ou la présence de germes
- les différentes morphologies si plusieurs types de germes différents (coques, bacilles, levures) avec les proportions relatives de chaque types
- la couleur au Gram : G+ (violet), G- (rose)
- le mode de groupement (amas, chaînettes,…)
La mise en culture n’est pas systématique, elle ne se pratique que sur des urines :
- présentant des signes d’infection : GB>10/mm3 (ou plus de 1 GB / 10 à 20 champs, urine entière, obj X40)
- non contaminées : pas plus de deux germes différents au Gram
- Ensemencer, le plus rapidement possible après le prélèvement , une gélose BCP avec une oese calibrée de 10 microL à défaut avec une oese non calibrée ou encore avec une pipette Pasteur en déposant une très petite goutte de pipette selon la technique suivante :
Extrait de fiche technique avec l’aimable autorisation de bioMérieux
Propriété de bioMérieux S.A.
Après 24 heures d’incubation, effectuer le dénombrement des germes en comparant le nombre de colonies obtenues sur la boîte à celui d’un abaque de lecture.
Le résultat est exprimé en nombre de bactéries par mL d’urine ou UFC/mL (Unité Formant Colonie).
Aspects des cultures pour des nombres de germes entre 1000 (103) et 1 000 000 (106) par ml.
Propriété de bioMérieux S.A. Photographie : Noël Bouchut.
Attention à ne pas sous-estimer le nombre des petites colonies qui ont toujours tendance à faire minorer l’évaluation du nombre des bactéries.
Rappel : l’observation d’environ 1 bactérie par champ microscopique (objectif x 40, urine non centrifugée,) correspond approximativement à 105 bact/ml
Interprétation des résultats:
Le dénombrement bactérien est UN DES ELEMENTS qui permet de faire la distinction entre souillure et infection vraie :
. à 1000 CFU /mL ou moins l'infection est très peu probable ;
. à plus de 10 000 CFU/mL, ET si la culture est mono microbienne, l'infection est très probable.
En pratique l’interprétation du dénombrement des germes urinaires se réalise en corrélation avec le taux de leucocytes
- Si < 104 CFU/mL (avec un taux de GB inférieur à 104 / mL ) : ne pas poursuivre l’analyse, rendre : pas d’infection urinaire »
Remarque très importante : Si < 104 CFU/mL avec un taux de leucocytes élevé penser à une tuberculose rénale (sauf si le patient a reçu récemment des antibiotiques !)
- Si 104 CFU/mL pour une urine mono microbienne
-. avec un nombre de GB supérieur à 104 par mL, poursuivre l’identification.
. pour un nombre de GB est inférieur à 104 par mL, rendre « urines contaminées, prélèvement à renouveler»
- Si > ou = 105 CFU/mL avec un taux de GB supérieur à 104 mL, observer le nombre de type de colonies:
* Si un type de colonie : poursuivre l’analyse
* Si plusieurs types de colonies
- 2 types de colonies : poursuivre l’analyse, faire une identification de l’espèce majoritaire ou des deux espèces si elles sont en quantité équivalente
- 3 ou + : rendre « urines contaminées, renouveler le prélèvement »
- Repérer sur la gélose BCP des colonies isolées de même type
Si nappe de bactéries, refaire un isolement à partir de la première boîte.
- Sur chaque type de colonies isolées, effectuer une coloration de Gram
Si bacilles Gram- : réaliser l’oxydase
Si coques Gram + : réaliser la catalase
Le résultat du Gram donne une première piste d’orientation .
Se référer au tableau « Orientation de l’identification à partir des résultats sur BCP »
- Puis, si on est en présence d'un bacille Gram négatif, ensemencer une mini-galerie en tubes : Kligler, Mannitol-mobilité, Urée-indole
- Après incubation de 24 heures à 37°C , identifier le genre ou l’espèce en se référant au tableau :
« Identification à partir de la mini galerie d’identification »
Le rendu du résultat doit comprendre :
- le résultat de l’analyse cytologique : présence semi-quantifiée des GB et autres éléments
- le résultat du Gram effectué sur le culot : description de la flore
- le dénombrement des germes
- le résultat de l’identification bactérienne, si elle a été effectuée.
1- MILIEU BCP
* Principe de fonctionnement du milieu
- C’est un milieu qui sert à isoler différents produits biologiques : urines, selles, pus, prélèvements vaginaux, LCR…
- Sa composition en éléments nutritifs ne permet que la culture des bactéries non exigeantes parmi lesquelles :
des bacilles Gram - : entérobactéries, Pseudomonas et autres bacilles oxydase –
des coques Gram+ : staphylocoques, entérocoques
Après 24 heures d’incubation à 37°C l’aspect des colonies est le suivant :
BACILLES GRAM - non exigeants : colonies de 1 à 2 mm de diamètre
COQUES GRAM + non exigeants : colonies d’environ 0,5 mm de diamètre
Peuvent également cultiver sur le milieu, en donnant de toutes petites colonies (diamètre inférieur à 0,5 mm) : des streptocoques, des corynébactéries, des levures ou des colonies minuscules : lactobacilles.
- Il contient, en plus des éléments nutritifs, un sucre : le lactose et un indicateur coloré de pH : le bromocrésol pourpre ce qui permet de différencier 2 types de bactéries
Les bactéries fermentant le lactose : colonies jaunes dites Lactose +
Les bactéries ne fermentant pas le lactose : colonies bleu violet dites Lactose –
- Il ne contient pas de chlorure de sodium ce qui explique que les Proteus (bactéries très envahissantes) forment habituellement des colonies identiques à celles des autres bacilles Gram -.
* Conduite de l’étude du BCP après ensemencement et incubation
- Repérer les colonies
S’il y a plusieurs types de colonies, à l’aide d’un marqueur, repérer de façon différente chaque type de colonie sur le fond de la boîte.
- Etudier indépendamment chaque type de colonie :
. Aspect macroscopique : taille, couleur, consistance (grasse, sèche), allure (plate, bombée), contour (net ou régulier), transparence ou opacité
. Aspect microscopique après coloration de Gram réalisée à partir d’une seule colonie
. Recherche enzymatique suivant le résultat de la coloration de Gram :
Test de l’oxydase si bactéries Gram –
Test de la catalase si bactéries Gram +
( voir ci-après : la technique de réalisation des tests)
* Ensemencement d’une galerie d’identification sur les bacilles Gram -
Cette mini galerie d’identification comportera 3 tubes :
Une gélose de Kligler
Une gélose Mannitol-Mobilité
Un milieu liquide : Urée-Indole
Après ensemencement , incuber les tubes 24 heures à 37°C.
( voir ci-après : la technique d’utilisation de la mini galerie
le tableau d’identification à partir de la mini galerie) )
2- TESTS DE l’OXYDASE ET DE LA CATALASE
* TEST DE L’OXYDASE pour les bacilles Gram –
Préparation du réactif :
A l’aide d’une spatule (ou d’un couteau) propre mettre, dans environ 1 mL d’eau distillée, une petite quantité (équivalente à un grain de riz), de réactif (N diméthyl (ou tétraméthyl) para phénylène diamine).Un flacon peut servir de nombreuses années s’il est correctement bouché après chaque utilisation.
ATTENTION :
1- après dilution, le réactif n’est stable;que 2 heures, conservé à l'abri de la lumière.
2- le réactif en poudre est toxique, il ne faut pas le toucher avec les doigts, ni le respirer.
Bien refermer le flacon après usage
.
Réalisation du test sur une lame de verre
- Déposer sur une lame un petit carré de papier filtre puis l’imbiber de réactif à l’aide d’une à deux gouttes de réactif
ATTENTION ! il ne faut pas que le réactif déborde et que le papier flotte cela peut induire un faux résultat négatif.
- Prélever à l’aide d’une effilure de pipette Pasteur une colonie à étudier et la déposer sur le papier imprégné de réactif
TEINTE rose ou violacée en moins de 1 min : OXYDASE +
PAS DE CHANGEMENT de couleur : OXYDASE –
* TEST DE LA CATALASE pour les bactéries Gram +
Réactif : eau oxygénée à 10 volumes ( non périmée) additionnée de 5 gouttes de savon liquide (produit à vaisselle, par exemple) pour un flacon de 250 ml.
Remarque : ce réactif, de préparation facile, a intérêt à être préparé en petites quantités . Conservé au frais il reste stable environ 1 an..
Dans tous les cas contrôler sa validité en le testant, une fois par semaine, avec une bactérie connue pour être catalase positive (Staphylococcus par exemple).
Réalisation du test sur une lame de verre :
- Déposer sur une lame parfaitement propre une petite goutte d’eau oxygénée
- Prélever à l’aide de l’oese stérile et froide une colonie à étudier et la déposer dans la goutte de H2O2
- Attendre quelques secondes.
SI BULLES dans la boucle : CATALASE +
SI ABSENCE DE BULLES : CATALASE -
3- UTILISATION D’UNE MINI-GALERIE D’IDENTIFICATION
Trois tubes suffisent pour identifier sommairement les principales bactéries responsables d’infection urinaire.
Théoriquement ces 3 tubes doivent s’ensemencer avec une même colonie (si impossibilité utiliser 3 colonies rigoureusement identiques)
Après ensemencement mettre à incuber les 24 heures à 37°C
* Le tube d’URÉE-INDOLE : milieu liquide jaune orangé, présenté en ampoule, à répartir en petit tube
Il contient de l’urée, du tryptophane (acide aminé) et du rouge de phénol comme indicateur coloré de pH
* Ensemencement : il doit être abondant, 1 colonie dans 1 mL de milieu
Ensemencez toujours le tube de Urée-indole en premier
* Après incubation lecture de 3 caractères :
Nécessité de 2 réactifs Erlich-Kovacs (ou James) et perchlorure de fer
uréase + : milieu rose violacé
uréase - : pas de virage, milieu jaune ou jaune orangé
2- La recherche de l’indole : pour cela diviser le milieu en 2 parties
Sur une moitié ajouter 2 à 3 gouttes d’Erlich kovacs ou James et agiter
indole + si anneau rouge en surface
indole – anneau jaune
A l’autre moitié du tube ajouter 2 à 3 gouttes de réactif TDA (perchlorure de fer)
TDA + : coloration brune plus ou moins accentuée
TDA- : coloration jaune
* Le tube de MANNITOL-MOBILITÉ : milieu rouge en culot (5 g/L de gélose)
Il contient un sucre, le mannitol et un indicateur coloré de pH le rouge de phénol (ainsi que du nitrate de potassium).
* Ensemencement du culot par piqûre centrale, à l’aide d’un fil droit, jusqu’au fond du tube
* Après incubation lecture directe de 2 caractères
Mannitol + : culot jaune
Mannitol - : culot rouge
2- La mobilité par observation de la diffusion de la pousse des germes autour de la strie
Mobilité + : les germes ont plus ou moins diffusé pouvant même entraîner un trouble du milieu.
Mobilité – ou Immobile : les germes n’ont poussé qu’au niveau de la piqûre.
* Le tube de KLIGLER : milieu solide rouge comportant un culot et une pente
Il contient deux sucres, glucose et lactose, du rouge de phénol comme indicateur coloré de pH, un système révélateur d’H2S.
- Ensemencement : de la pente en stries serrées à l’aide de l’oese ou de la pipette Pasteur
du culot par piqûre à l’aide du fil droit ou d'une pipette Pasteur droite
Ensemencez toujours le tude de Kligler en dernier
- Incubation : vis de fermeture du tube débloquée
- Après incubation lecture directe de 4 caractères :
. la fermentation du glucose avec ou sans production de gaz au niveau du culot :
Glucose + : culot jaune gaz + : bulles ou décollement du culot
gaz – absence de bulle
Glucose – culot rouge (jamais de production de gaz dans ce cas)
. la fermentation du lactose au niveau de la pente
Lactose + : pente jaune
(si la pente est jaune et le culot rouge, vérifier que le culot a été correctement ensemencé)
Lactose - : pente rouge
. la production d’H2S : noircissement plus ou moins important du milieu
H2S + : noircissement
H2S - : absence de noircissement
APRES UTILISATION passer les tubes de Kliger et Mannitol Mobilité 40 minutes à la cocotte-minute, puis les vider pendant que la gélose est encore fondue, les laver pour pouvoir les réutiliser. Pour s’assurer de leur parfaite désinfection les faire chauffer 2 h à 180°C.
Les tubes ayant contenu le milieu urée indole ensemencé seront immergés dans de l’eau de Javel 1 à 2 heures, puis lavés et éventuellement désinfectés par chauffage.
Voir tableau 2 «Identification à partir de la galerie réduite».
La mise en place de cette analyse nécessite un laboratoire de bactériologie correctement équipé
* EQUIPEMENT DE BASE :
- un autoclave pour la préparation éventuelle des milieux de culture et pour la décontamination des milieux utilisés
Remarque : à défaut d’autoclave une « cocotte-minute » peut à la rigueur, être utilisée
- un four Pasteur (ou Poupinel) pour stériliser la verrerie nécessaire à la confection des milieux de culture
Remarque : à défaut de four Pasteur un four de cuisine permettant d’obtenir 200°C convient parfaitement
- une balance (au 1/10ème de gramme) pour la confection des milieux de culture
* DES MILIEUX DE CULTURE
Au minimum quatre milieux sont nécessaires:
- un milieu d’isolement le BCP
- trois milieux d’identification : Kligler, Mannitol-Mobilité, Urée-Indole
Suivant les cas ces milieux pourront soit être achetés prêts à l’emploi, soit devront être confectionnés, stérilisés puis conditionnés.
Pour la fabrication des milieux sont nécessaires :
- des béchers et éprouvettes de 500 mL ou 1 L
- des récipients en verre pour être réutilisables et stérilisables : flacons de 150 ou250 mL, tubes à essai avec vis si possible, boîtes de Pétri en verre
* DES RÉACTIFS
- Colorants de Gram : Violet de gentiane (ou Violet cristal) , Fuchsine de Gram ( ou Safranine), Alcool-acétone (ou alcool à 90 °C)
- Divers réactifs :
eau oxygénée pour réaction de la catalase
réactif pour oxydase confectionnable à partir de poudre ( N diméthyl para phénylène diamine)
réactifs pour galerie d’identification : perchlorure de fer et réactif de l’indole
* UN POSTE DE MANIPULATION comportant
- un bec Bunsen avec source d e gaz
- des pinces métalliques
- des pipettes Pasteur stériles et non stériles, oeses métalliques (et, si possible, des oeses calibrées de 10 micro L à usage unique)
- tubes à hémolyses stériles bouchés au coton cardé
- du papier filtre, ou papier absorbant voire tissu propre imprégné de Javel et changé chaque jour
- des marqueurs pour identifier les prélèvements, boîtes et tubes
ANNEXE 2 :
Fiche de PRELEVEMENT D'URINE à l’usage du personnel médical et du patient
Pour rechercher les microbes dans l’urine, il faut impérativement un prélèvement de bonne qualité.
1- Rassembler le matériel nécessaire au prélèvement
- un flacon à prélèvement si possible stérile : flacon à large ouverture fermant hermétiquement
- du savon et de l’eau propre
- quelques compresses stériles (minimum 3) ou des linges propres
2- Lire attentivement les instructions suivantes avant d’effectuer le recueil des urines
Madame,
1- Se laver les mains puis d’une main dégager l'orifice urinaire en écartant les lèvres,
2- Avec l'autre main, laver l'orifice urinaire en passant, d'avant en arrière, successivement :
a) une compresse imbibée d'un peu de savon (nettoyage),
b) puis une compresse imbibée d'eau (rinçage),
c) et enfin appliquer fermement et une seule fois, une compresse sèche (séchage)
3- Uriner en maintenant toujours les lèvres écartées.
Après 3 à 6 secondes (premier jet d’urine), et sans cesser d'uriner mettre le flacon de prélèvement sous le jet.
Dès qu'il est à demi ou au trois quarts plein, retirer le flacon, sans cesser d'uriner.
4- Reboucher le flacon en évitant de mettre les doigts sur son goulot ou à l'intérieur du bouchon
5- Rincer l'extérieur du flacon, le sécher et le remettre à l'infirmière ou au laboratoire.
Merci
Monsieur,
1- Se laver les mains puis d’une main, décalottez complètement le gland,
2- Avec l'autre main, laver l'orifice urinaire en passant successivement :
a) une compresse imbibée d'un peu de savon (nettoyage),
b) puis une compresse imbibée d'eau (rinçage),
c) et enfin appliquer fermement et une seule fois, une compresse sèche (séchage)
3- Urinez en maintenant toujours le gland bien dégagé.
Après 8 à 12 secondes (premier jet d’urine), et sans cesser d'uriner mettre le flacon de prélèvement sous le jet.
Dès qu'il est à demi ou au trois quarts plein, retirer le flacon, sans cesser d'uriner
4- Reboucher le flacon en évitant de mettre les doigts sur son goulot ou à l'intérieur du bouchon
5- Rincer l'extérieur du flacon, le sécher et le remettre à l'infirmière ou au laboratoire.
Merci
TABLEAU 1 : ORIENTATION DE L’IDENTIFICATION A PARTIR DES RÉSULTATS SUR BCP
MACROSCOPIE DE LA COLONIE :
TAILLE
couleur du milieu : LACTOSE
ASPECT DE LA COLONIE
GRAM
ENZYME
ORIENTATION
Petite taille : inférieure à 1 mm
Milieu bleu ou léger virage au jaune
Ronde, bombée, opaque, couleur en plus de 24 H
Coques Gram +, bien ronds
Catalase +
Staphylocoque
Possibilité de staphylocoques dorés si colonie bien jaune (en 48 H)
Ronde, un peu bombée, transparente
Coques Gram + pouvant être ovalaires
Catalase -
Entérocoque
Remarque : si très petite colonies chez une femme enceinte penser à des streptocoques
Moyenne à grande taille (1 mm à 2 mm)
Jaune donc LACTOSE +
Ronde plus ou moins régulière,
Souvent peu bombée
Bacilles Gram - de taille moyenne
Oxydase -
Entérobactérie évoquant
ESCHERICHIA COLI
Ronde, très bombée, grasse
Bacilles Gram -
courts et trapus
Entérobactérie évoquant
KLEBSIELLA
Moyenne à grande (1 mm à 2 mm)
Bleu donc LACTOSE -
Ronde plus ou moins régulière, peu bombée, transparente
Bacilles gram –
de longueur variable
Oxydase -
Entérobactérie : Proteus , Providencia, Morganella, Enterobacter
Nécessité d’une galerie d’identification
Contour irrégulier, irisée ou métallique, odeur de seringat ou de miel
Bacilles Gram –
de longueur variable
Oxydase +
Possibilité de Pseudomonas
(aeruginosa ?)
Très petites colonies bleues
( 0,1 à 0,3 mm de diamètre)
A la limite de la visibilité
Fondamental pour l’orientation
Non réalisable
Bacilles Gram + : courts en massue (corynébactéries), longs (Lactobacillus)
Levures : genre Candida ou autre genre.
D’autres aspects moins fréquents ne figurent pas dans ce tableau
TABLEAU 2 : IDENTIFICATION A PARTIR DE LA MINI GALERIE D’IDENTIFICATION
NOM DE LA BACTÉRIE
KLIGLER
MANNITOL MOBILITÉ
URÉE – INDOLE
OX
Glucose
Lactose
Gaz
H2S
Mannitol
Mobilité
Uréase
Indole
TDA
Escherichia coli
-
+
+
+
(-)
-
+
+
-
+
-
Klebsiella pneumoniae
-
+
+
+
-
+
-
+
-
-
Klebsiella oxytoca
-
+
+
+
-
+
-
+
+
-
Enterobacter
-
+
-
quelquefois +
+
-
+
+
-
-
-
Proteus mirabilis
-
+
-
+
+
-
+
+
-
+
Proteus vulgaris
-
+
-
+
+
-
+
+
+
+
Proteus rettgeri
-
+
-
v
-
- (+)
+
+
+
+
Providencia stuartii
-
+
-
-
-
-
+
-(+)
+
+
Morganella morganii
-
+
-
v
-
-
+
-
+
+
Pseudomonas ou bacilles Gram -
non-fermentants
+
Milieu tout rouge
Pas de pousse dans le culot
Pousse sur la pente uniquement
Pousse qu’en surface
Milieu sans intérêt
Pseudomonas aeruginosa
+
Pousse abondante dans tout le tube avec production de gaz
V = variable
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